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Jul 30, 2023

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Informes científicos volumen 12,

Scientific Reports volumen 12, Número de artículo: 15459 (2022) Citar este artículo

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La aparición ubicua de partículas antropogénicas, incluidos los microplásticos en el medio ambiente marino, ha atraído la atención mundial en los últimos años. Como resultado, se han desarrollado muchos métodos para estimar la cantidad y el tipo de microplásticos en el medio ambiente marino. Sin embargo, todavía no existen protocolos estandarizados sobre cómo se deben muestrear las diferentes matrices marinas o cómo extraer e identificar estas partículas, lo que dificulta la comparación de datos significativos. Los microplásticos flotantes se ven influidos por los vientos y las corrientes, por lo que cabe esperar que las concentraciones sean muy variables a lo largo del tiempo. Sin embargo, dado que se sabe que tanto la alta densidad como la mayoría de los microplásticos inicialmente flotantes eventualmente se hunden y se asientan en el lecho marino, los sedimentos marinos se proponen como una matriz adecuada para el monitoreo de microplásticos. Se han presentado varios principios, aparatos y protocolos para extraer microplásticos de sedimentos marinos, pero falta una comparación exhaustiva de los diferentes pasos en los protocolos que utilizan muestras ambientales reales. Por lo tanto, en este estudio se compararon diferentes protocolos de pretratamiento y posterior separación por densidad para la extracción de microplásticos a partir de muestras replicadas de sedimentos marinos. Se compararon dos métodos de pretratamiento, uno con productos químicos inorgánicos (NaClO + KOH + Na4P2O7) y otro con enzimas pancreáticas porcinas, así como otro sin pretratamiento del sedimento, en combinación con dos soluciones salinas de alta densidad de uso común. utilizado para la separación por densidad, cloruro de sodio (NaCl) y cloruro de zinc (ZnCl2). Ambos métodos de pretratamiento eliminaron con eficacia la materia orgánica, y ambas soluciones salinas extrajeron partículas de plástico más livianas, como el polietileno (PE) y el polipropileno (PP). Se encontró que la combinación más eficiente, pretratamiento químico y separación por densidad con ZnCl2, extrajo > 15 veces más partículas (≥ 100 µm) del sedimento que otras combinaciones de tratamiento, lo que podría explicarse en gran medida por la alta presencia y la extracción eficiente de Partículas de PVC.

Las micropartículas antropogénicas, incluidos los microplásticos, las partículas de pintura, las partículas de neumáticos y de desgaste de carreteras, son partículas con un tamaño que oscila entre 1 y 1000 μm1 que los seres humanos liberan de forma intencionada o incidental al medio ambiente2. Las actividades realizadas en tierra son la principal fuente de partículas microplásticas en el medio ambiente marino3. Los microplásticos primarios, para su inclusión intencional en productos y aplicaciones, se pueden detectar en el entorno marino, así como partículas de desgaste y fricción, por ejemplo, fibras textiles o caucho de neumáticos, y la gran clase de microplásticos de macroplásticos fragmentados secundarios1. Se espera que los desechos plásticos que ingresan al océano se degraden y fragmenten debido a procesos físicos, químicos y biológicos, como la radiación ultravioleta, la acción de las olas y la biodegradación3. Se ha estimado que las partículas flotantes representan alrededor del 1% de la cantidad de desechos plásticos que ingresan a los océanos a escala mundial4. La mayoría de estas partículas de plástico, de hecho, tarde o temprano se hundirán y terminarán en el lecho marino5, lo que convierte a los sedimentos en un sumidero de microplásticos y, por lo tanto, también en una ruta potencial de exposición de estas partículas a los organismos marinos6,7. Desde una perspectiva de monitoreo, el muestreo de agua superficial o la columna de agua proporciona información instantánea de la contaminación por microplásticos en un sitio específico7. Sin embargo, las partículas de plástico que flotan en la superficie están muy influenciadas por el viento, las mareas y las corrientes en el momento del muestreo7. Por el contrario, el monitoreo de microplásticos en sedimentos puede proporcionar una imagen más estable de la acumulación a largo plazo, integrando los niveles de contaminación locales o regionales en escalas de tiempo de años a décadas8,9. Esta es también la razón por la que el control de la mayoría de las sustancias peligrosas convencionales se basa en un análisis de sedimentos10,11,12,13,14.

No existe un método estándar para el aislamiento de partículas microplásticas de los sedimentos. Sin embargo, el enfoque más común es la separación por densidad con diferentes soluciones salinas; Según las diferencias de densidad entre las partículas de plástico y sedimento, las partículas ligeras, como los microplásticos, flotan mientras que las partículas más pesadas se hunden. Los líquidos de alta densidad comúnmente utilizados son el cloruro de sodio (NaCl) con una densidad de 1,2 g/cm3, el cloruro de zinc (ZnCl2) con una densidad entre 1,5 y 1,7 g/cm3 o el yoduro de sodio (NaI) con una densidad entre 1,6 y 1,8 g/cm315,16,17,18. Primero, el sedimento se mezcla con el líquido de alta densidad, se agita y se deja reposar. Las partículas minerales más pesadas del sedimento se hunden hasta el fondo, mientras que las partículas más ligeras, como los microplásticos y las partículas orgánicas naturales, flotan hacia la superficie debido a su menor densidad relativa. Esta separación por densidad se puede lograr en un vaso de precipitados, un embudo de separación o extractores de sedimentos especialmente diseñados, por ejemplo, el separador plástico de sedimentos de Munich (MPSS)19. A continuación, la fracción flotante o sobrenadante se filtra a través de una o un conjunto de membranas con diferentes tamaños de malla, clasificando las partículas en fracciones de tamaño para facilitar el análisis. A continuación, las membranas se analizan visual y/o espectroscópicamente20. Los protocolos pueden incluir el pretratamiento de los sedimentos antes de la extracción21,22, para digerir la materia orgánica natural para minimizar la interferencia durante el análisis y disociar la matriz y así hacer que las partículas microplásticas sean más accesibles para la extracción. Sin embargo, la mayoría de los protocolos utilizan la preparación de muestras posterior a la extracción basada en un tratamiento elaborado con enzimas o reactivos químicos oxidativos16,23,24,25 para facilitar el análisis posterior mediante espectroscopia26,27,28. El tratamiento seleccionado debe ser eficaz para eliminar las partículas naturales que interfieren sin dañar química o físicamente los plásticos29,30,31.

En las recomendaciones de seguimiento10,14,32, a menudo se propone validar mediante identificación espectroscópica un subconjunto de microplásticos inspeccionados visualmente representativos de la muestra. Sin embargo, no se expresa qué partículas deben seleccionarse aparte de que deben ser representativas de las partículas que se encuentran dentro de la matriz. La selección en sí puede presentar un posible sesgo en el análisis de microplásticos de muestras ambientales. El análisis visual, que incluye la identificación visual y táctil y, a veces, el calentamiento de partículas, es decir, pinchar la partícula con una aguja caliente, ha sido criticado debido al riesgo de identificación errónea, lo que da como resultado una identificación falsa negativa y falsa positiva de partículas plásticas20,33,34 ,35. Por otro lado, la espectroscopia se basa en la interpretación de espectros químicos36 y puede proporcionar pistas espectroscópicas sobre la identificación de microplásticos, incluida la composición específica de polímeros2. Sin embargo, la identificación de coincidencias en la base de datos basada en computadora puede ser propensa a errores de coincidencia37,38, y el sesgo del operador también puede conducir a un sesgo en la identificación espectroscópica39. Además, la identificación espectroscópica de todas las partículas en una muestra de forma manual requiere mucho tiempo y no se ha llegado a un acuerdo sobre los criterios para la coincidencia espectral. Se están desarrollando y utilizando métodos automatizados de mayor rendimiento, lo que permite que todas las partículas se analicen espectroscópicamente utilizando una instrucción computarizada fija considerada para minimizar el sesgo del operador39,40. Sin embargo, desde una perspectiva de monitoreo, los métodos automatizados aún no están completamente establecidos y probados en términos de tiempo y rentabilidad36,40.

El objetivo principal de este estudio fue evaluar la eficiencia de diferentes pretratamientos, soluciones de separación por densidad y sus combinaciones para la extracción de microplásticos de sedimentos marinos fangosos naturales. Además, para evaluar la precisión mutua de los métodos de identificación, el enfoque visual seguido de la identificación química. Así, comparamos tres condiciones, un no pretratamiento del sedimento, un tratamiento enzimático y un tratamiento químico inorgánico en combinación con dos soluciones de separación por densidad, NaCl y ZnCl2 (3 tratamientos y 2 soluciones de separación por densidad, \(n=3\ veces 2=6\)41).

Se recolectaron diez núcleos de sedimentos en una estación en Askeröfjorden, N58°5′21′′ E11°48′6″ (centro), en las afueras de Stenungsund, costa oeste de Suecia, el 24 de octubre de 2018, utilizando un sacatestigos Gemini. El sedimento se caracterizó siguiendo las recomendaciones de la Sociedad Geotécnica Sueca42, ya que se identificaron especies de gyttja-arcilla arenosa, limosa, bioturbación y macrofauna bentónica, con la mayor abundancia de la especie Amphiura spp. y Arctica islandica. Se agruparon los 2 cm superiores de todos los núcleos, se homogeneizaron en un recipiente de acero inoxidable de 10 L con una cuchara de acero inoxidable y se transfirieron a 15 recipientes de vidrio con tapas de vidrio, cada uno con un volumen de 200 mL (aproximadamente 314 g) (Tabla 1 ). Todas las muestras se almacenaron a 8 °C hasta su posterior análisis.

Las muestras de sedimento se pesaron antes de recuperar una submuestra de 5 ml y se secaron a 105 °C durante 24 h para el análisis del contenido de agua. Las muestras de sedimento (n = 15) se dividieron en tres grupos, un grupo se trató con productos químicos inorgánicos (n = 4), otro con enzimas (n = 5) y el tercero no se trató (n = 6). El tratamiento con productos químicos inorgánicos se basa en un protocolo desarrollado por Strand y Tairova 201622 pero ligeramente modificado ya que constaba de una mezcla de 0,67 mol/L de NaClO, 0,45 mol/L de KOH y 0,022 mol/L de Na4P2O7. Se agregaron aproximadamente 400 mL del tratamiento químico (dos veces el volumen del sedimento) a los recipientes de vidrio con tapas de vidrio con el sedimento. Las muestras se incubaron a temperatura ambiente durante 1 h en una mesa de agitación oscilante a 160 rpm. Se requirió un paso de enjuague adicional después del tratamiento químico para bajar el pH y evitar la precipitación de hidróxidos de zinc. Posteriormente, el sedimento se lavó agregando agua Milli-Q seguido de agitación vigorosa y centrifugación durante 30 min a 1000 rpm. Este procedimiento de lavado se repitió tres veces. El sobrenadante se eliminó entre repeticiones y se agregó agua Milli-Q nueva. El sobrenadante se filtró a través de un filtro de 50 μm, el cual se guardó para su posterior análisis. Después de la centrifugación, los sedimentos se transfirieron nuevamente a los recipientes de vidrio. Se utilizaron enzimas pancreáticas porcinas para la digestión enzimática de materia orgánica43. Se preparó una solución de trabajo de enzima tamponada disolviendo una cápsula de la enzima farmacéutica (Creon 40 000, Abbott Laboratories GmbH, Alemania, Mylan) por 10 ml de solución de clorhidrato de Tris (Trizma, pH 8,0, 1 M, filtrado de 0,2 μm, Sigma- Aldrich, T3038, EE. UU.). La disolución completa se logró mediante calentamiento suave (30 °C) y agitación a 125 rpm durante 30 min en un agitador de incubación calentado (New Brunswick Scientific, Innova 40). Se agregaron diez mL de la solución de trabajo por g de peso húmedo (WW) de sedimento en un frasco de vidrio prelavado. Se mezcló la solución sedimento-enzima y se evaluó el pH utilizando una varilla indicadora de pH. El pH se ajustó a 8,0 añadiendo más solución de clorhidrato de Tris si era necesario. Los recipientes de vidrio llenos se taparon y se colocaron en agitación vigorosa (150 rpm) a 37,5 °C durante la noche en el agitador de incubación.

El nivel de degradación se cuantificó mediante análisis de TOC utilizando un analizador elemental acoplado a un espectrómetro de masas de relación isotópica (20-22, Secron Ltd., Crewe, Reino Unido) antes y después del tratamiento de degradación.

Para comparar la eficacia de dos soluciones diferentes de separación por densidad ampliamente utilizadas, NaCl (densidad 1,2 g/cm3) y ZnCl2 (1,8 g/cm3), las muestras pretratadas se dividieron en dos grupos que se procesaron posteriormente con ZnCl2 (n = 7) o NaCl (n = 8). La separación por densidad se realizó utilizando el separador de sedimentos microplásticos Kristineberg (KMSS). Este separador ha sido diseñado internamente inspirándose en el Munich Plastic Separator19, pero es más pequeño, tanto en altura como en ancho, con una inclinación más pronunciada en el tubo vertical con un cilindro de vidrio sobre el contenedor de sedimentos para monitorear la sedimentación (Fig. 1) .

El separador de sedimentos microplásticos Kristineberg (KMSS) diseñado a partir del separador plástico de Munich (Imhof et al., 2012). Parte 1, contenedor de sedimentos con rotor y válvula inferior, parte 2, cilindro de vidrio, parte 3, tubo vertical y parte superior, cámara divisoria con válvula de bola y portafiltro.

Después del pretratamiento, las muestras de sedimentos se trasladaron al contenedor de sedimentos inferior del KMSS, se montó la parte del tubo vertical de la torre y se encendió el rotor, colocado en la parte inferior de la torre. La solución salina se introdujo por la válvula de fondo y se llenó al 85% del volumen de la torre. El rotor se apagó tres horas más tarde y se dejó sedimentar el sedimento. Después de 12 h de sedimentación, la cámara divisoria se montó en la parte superior del tubo vertical y la torre se llenó con el fluido de separación por densidad, ya sea ZnCl2 o NaCl. Cuando se llenó, se cerró la válvula de bola, se bajó el nivel del líquido y se retiró la cámara divisoria. A continuación, se invirtió la cámara divisoria y se filtró la solución. El sedimento expuesto al pretratamiento con químicos inorgánicos y separado con ZnCl2 se filtró a través de una malla de poliamida (PA) de 300 μm y se recolectó la solución superior restante, y se realizó una segunda separación con ZnCl2 en un vaso de precipitados debido a la alta concentración de minerales. contenido. Después de la separación de segunda densidad (agitación y reposo durante 24 h), la solución se filtró a través de un filtro PA con mallas de 100 μm. Para las muestras enzimáticas y no tratadas, así como para todas las muestras extraídas con NaCl, solo se realizó una separación ya que se extrajeron menos partículas minerales en comparación con las pretratadas con productos químicos inorgánicos y la separación con ZnCl2. La solución se filtró a través de dos filtros PA con mallas de 300 μm y 100 μm. Después de la filtración, los filtros se enjuagaron con agua Milli-Q para eliminar los cristales de sal.

Todo el equipo utilizado durante el muestreo se limpió y enjuagó en el laboratorio con agua Milli-Q antes de secarlo en una campana sin plástico. Para el almacenamiento de las muestras de sedimento se utilizaron recipientes de vidrio con tapa de vidrio, y para la homogeneización del sedimento se utilizó una olla de acero inoxidable y una cuchara de acero inoxidable. Todas las muestras se almacenaron en sus botellas de vidrio hasta su procesamiento en el laboratorio. Todo el equipo y las superficies del laboratorio se limpiaron antes del trabajo de laboratorio y solo se usaron batas y ropa de laboratorio de algodón. El ZnCl2 se filtró a través de tres membranas de 10 μm, 5 μm y 1 μm. El NaCl se filtró a través de 10 μm.

Se procesaron seis muestras en blanco sin sedimento, una para cada combinación de pretratamiento y solución de separación por densidad. Todos los blancos fueron tratados como su muestra de sedimento correspondiente a partir de la limpieza de las botellas antes del muestreo, en el campo, durante el almacenamiento, tratamiento, separación y análisis.

Los flujos de trabajo de análisis siguieron las pautas de consenso actuales, ya sea publicadas o disponibles como borradores de trabajo de las convenciones de mares regionales y la Comisión Europea10,14,32. Primero se inspeccionaron visualmente todos los filtros con un microscopio estereoscópico (Leica M205 C 80–160× Wetzlar, Alemania). Posteriormente, todas las partículas que se identificaron visualmente como presuntamente antropogénicas siguiendo a Karlsson et al. 202044 se transfirieron con una pinza a diferentes filtros de óxido de aluminio con un tamaño de poro de 200 nm (Whatman Anodisk 25). Un filtro para cada fracción de tratamiento y tamaño, es decir, las partículas recogidas en la malla de 300 μm se trasladaron a un filtro de óxido de aluminio, y las partículas del de 100 μm se trasladaron a otro. Las partículas recogidas de la solución de centrifugación también se transfirieron a un filtro. Se usaron dos filtros si había más partículas sospechosas de las que cabían en un filtro Anodisco. Se tomaron imágenes de toda el área de los filtros Anodisk con partículas con un microscopio óptico (Zeiss, AxioImager). Todas las partículas (recogidas en los filtros de 300 μm, filtros de 100 μm y de la solución de centrifugación, 50 μm) se caracterizaron según su apariencia visual, siguiendo a Karlsson et al. 202044 donde se observaron su forma 2D, forma 3D, solidez, color e identificación visual clásica. Posteriormente, todas las partículas del filtro de 300 μm y todas las partículas de ocho muestras de 100 μm elegidas al azar se identificaron químicamente con microscopía Raman (Witec, alpha 300R) utilizando un láser de 532 nm y una rejilla de 600 g/mm. La potencia del láser se seleccionó en función del polímero, la intensidad de la señal, el tamaño de las partículas y el aumento. Los espectros se midieron en un rango de número de onda de 200 a 3500 cm−1 y se compararon con nuestra biblioteca interna para su identificación (HQI mínimo 75, mayorías por encima de 80). La biblioteca consta de espectros que hemos obtenido de partículas plásticas conocidas, incluidas partículas desgastadas, y espectros de las bases de datos espectrales RUFF45 y ST Japan. A modo de comparación, los filtros de 300 µm de dos muestras elegidas al azar también se identificaron químicamente con espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier, FTIR (Thermo Scientific Nicolet iN10) usando el modo de transmisión (256 escaneos, resolución 4 cm−1, rango espectral 4000–675 cm−1 , detector enfriado por nitrógeno líquido y correlacionado con 256 escaneos de fondo). Las partículas en el sobrenadante de la solución de centrifugación (todos los pretratamientos inorgánicos y una de las enzimas pretratadas) primero se caracterizaron visualmente antes de analizarse con microscopía Raman. Las partículas restantes en el filtro PA (300 μm, 100 μm y 50 μm de la solución de centrifugación) de dos muestras aleatorias, es decir, las partículas que no se identificaron visualmente como partículas antropogénicas, se analizaron con microscopía Raman para identificar falsos negativos.

Las partículas antropogénicas extraídas del sedimento fueron primero categorizadas usando un estereomicroscopio de acuerdo a su apariencia visual y táctil44,46. Las categorías utilizadas fueron microplásticos semitransparentes, microplásticos blancos, elastómero firme negro, partículas de pintura, fibras sintéticas y otras micropartículas antropogénicas (Fig. 2). En el filtro de 300 μm, la mayoría de las partículas de plástico eran semitransparentes (59 % de 277 partículas) y se dividían visualmente en tres subclases según las diferencias aparentes en la morfología. La subclase 1 tenía un patrón de rayas, la subclase 2 estaba formada por patrones esféricos y la subclase 3 eran las partículas semitransparentes que no tenían rayas ni un patrón esférico. Se confirmó que todas las partículas dentro de la subclase visual 1 eran PE (n = 106), y se confirmó que todas las partículas dentro de la subclase 2 eran PP (n = 15) (Fig. 3). En la subclase 3 se identificaron polímeros como PS y PMMA. Esto implica que, en este caso, podría usarse la identificación visual para separar las partículas semitransparentes en subclases con diferentes composiciones poliméricas. Los patrones superficiales específicos de las partículas semitransparentes de PP y PE indican que ambos proceden de fuentes distintas. En total, el 66 % de las partículas semitransparentes en el filtro de 300 μm se identificaron como PE y el 10 % como PP (Fig. 4A). Como era de esperar, se recolectaron más partículas antropogénicas en el filtro de 100 μm, en total, 4329 partículas (Fig. 4B, Tabla 1). En los filtros de 100 µm, había dos categorías principales de partículas plásticas, semitransparentes y blancas, que representaban el 46 % y el 38 % del total, respectivamente. Se confirmó que todas las partículas analizadas por espectroscopia (n = 335) eran PE, PP y PVC, según se identificaron visualmente. Del sobrenadante de las muestras de centrifugación, la mayoría de las partículas (64 %) se clasificaron como semitransparentes y se identificaron espectroscópicamente como PE (n = 47) y PP (n = 9).

Categorías de partículas típicas, partículas plásticas semitransparentes, blancas (partículas de PVC), partículas de pintura, elastómeros negros, fibras sintéticas y otras micropartículas antropogénicas.

Partículas de plástico semitransparente en subclase 1 (PP) y subclase 2 (PE).

Concentración de partículas de micropartículas antropogénicas para partículas (A) mayores de 300 μm, (B) entre 100 y 300 μm, y (C) mayores de 100 μm.

La concentración más alta, 2,82 partículas microplásticas por g de peso seco (PS) de sedimento, se encontró en las muestras expuestas al pretratamiento químico inorgánico y extraídas con ZnCl2. La mayoría de estas partículas (74%) fueron identificadas como PVC (Fig. 4). El número de partículas de PVC fue claramente mayor en la combinación de pretratamiento químico inorgánico y ZnCl2 en comparación con los otros tratamientos, 1,81 a 2,29 partículas de PVC/g de sedimento DW en comparación con 0–0,12 partículas de PVC/g de sedimento DW (Fig. 4C) .

La concentración de partículas de plástico semitransparentes, es decir, principalmente partículas de PP y PE, osciló entre 0,25 y 0,76 partículas por g de sedimento DW. Las concentraciones más altas de microplásticos semitransparentes se encontraron en muestras pretratadas con enzimas y extraídas con NaCl. La concentración más baja se identificó en muestras que no habían sido tratadas para eliminar la materia orgánica lábil, independientemente de la densidad de la solución de separación. Sin embargo, cabría esperar cierta diferencia en la distribución de partículas, independientemente del tratamiento o de la solución de separación por densidad, ya que no es posible obtener muestras de sedimento que sean perfectamente idénticas.

De los espacios en blanco, solo se extrajeron entre 5 y 13 partículas por muestra, incluidas solo las categorías microplásticos semitransparentes, fibras sintéticas y otras micropartículas antropogénicas. En las muestras en blanco extraídas con ZnCl2, la mayoría de las partículas antropogénicas pertenecían a la categoría de otras micropartículas antropogénicas, mientras que en las extraídas con NaCl dominaban las partículas plásticas semitransparentes, seguidas de las fibras sintéticas y otras micropartículas antropogénicas. No se extrajeron partículas microplásticas blancas de ninguna de las muestras en blanco. La muestra en blanco con mayor número de microplásticos extraídos fue del pretratamiento con enzimas y extraído con NaCl, donde se identificaron 13 partículas, de las cuales 10 fueron categorizadas como microplásticos semitransparentes, subclase 3. Todas las partículas identificadas visualmente como antropogénicas en las muestras en blanco se muestran en la Fig. 4.

La comparación de las partículas extraídas del blanco con las partículas de las muestras de sedimento muestra una diferencia significativa en las concentraciones de plástico entre los blancos y las muestras de sedimento, p < 0,001 (prueba T de 2 muestras) (Fig. 4).

Existe una preocupación científica con respecto a la identificación visual de partículas microplásticas debido al riesgo de sesgo entre los operadores y el riesgo de identificaciones tanto de falsos positivos como de falsos negativos20,33,34,35. Las partículas que quedaban en las membranas de PA después de la eliminación de todas las partículas identificadas con microscopía estereoscópica como compuestas de plástico, es decir, todas las partículas consideradas visualmente como no antropogénicas, se analizaron con microscopía Raman. Sobre las membranas provenientes del pretratamiento con enzimas y extraídas con NaCl, se identificaron como plásticos 3 partículas en la de 300 μm y 11 partículas en la de 100 μm, representando el 2% y el 13%, respectivamente. Sobre las membranas provenientes del pretratamiento con químicos inorgánicos y extraídas con ZnCl2, quedaron 5 partículas remanentes y posteriormente identificadas como plásticas en cada una de las membranas, representando el 1% de la cantidad total de partículas. Esto muestra que, al menos en el presente estudio, un operador experto pudo identificar partículas de plástico de hasta 100 μm con pocos falsos negativos, utilizando técnicas de identificación visual y táctil.

Los dos pretratamientos (químico inorgánico y enzimático) que sirvieron para reducir la pegajosidad de la materia orgánica en la muestra, rompiendo así la adhesión microplásticos-matriz, fueron evaluados funcionalmente con análisis TOC. El pretratamiento químico inorgánico tenía un contenido de TOC de 1,55 %, mientras que la muestra sin tratar tenía un 2,89 %. Por otro lado, el tratamiento enzimático mostró un nivel de TOC más alto, 4.02%, muy probablemente debido a que las enzimas agregan carbonos a la muestra. Sin embargo, a partir de las tasas de recuperación, está claro que para partículas > 300 μm, las concentraciones identificadas de partículas de los diferentes métodos de pretratamiento fueron similares a las de las muestras no tratadas, lo que muestra que si solo las partículas > 300 μm son de interés, un pretratamiento el tratamiento no es necesario. Sin embargo, para partículas más pequeñas y ligeras (PVC excluido) entre 100 y 300 μm, se encontró una diferencia significativa en las concentraciones entre muestras pretratadas y no tratadas (p = 0,00116). Además, existe una diferencia significativa (p < 0,001) en las concentraciones de plástico encontradas en las muestras de sedimento pretratadas con químicos inorgánicos y extraídas con ZnCl2, principalmente debido a la alta extracción de partículas de PVC de esta combinación.

Nuestros resultados están de acuerdo con Enders et al. (2017), quienes probaron KOH en combinación con NaClO para la digestión del estómago de pescado y demostraron que este tratamiento digería efectivamente el tejido. Además, probaron si el tratamiento afectó los espectros Raman de 12 polímeros comunes y solo encontraron una baja alternancia de picos para las partículas de acrilonitrilo butadieno estireno (ABS); sin embargo, todavía pudieron identificar este polímero30. También se ha demostrado que el tratamiento enzimático digiere eficazmente el tejido43 sin dañar los plásticos comunes47.

Hubo una mayor eficiencia de extracción de partículas plásticas con ZnCl2 que con NaCl. Los polímeros más pesados, como el PVC, se recuperaron con ZnCl2 (Fig. 4), pero no con NaCl, como era de esperar en función de la menor densidad de la solución salina de NaCl. Desde el punto de vista de la monitorización, el NaCl es una alternativa atractiva ya que no es tóxico y tiene un coste menor que el ZnCl2 (el ZnCl2 de grado técnico es de ~4 euros por kg). Sin embargo, no se recomienda NaCl cuando se apunta a partículas con una densidad superior a 1,2 g/cm3, por ejemplo, tereftalato de polietileno (PET) o PVC. Para una extracción completa de polímeros, se debe recomendar una solución de mayor densidad (> 1,5 g/cm3), ya que puede extraer la mayoría de los polímeros, incluidos PET y PVC. Recientemente se recomendó una densidad de al menos 1,6 g/cm3 para las soluciones salinas de separación de densidad para los programas de monitoreo de microplásticos del Ártico14.

Se identificaron concentraciones más altas de partículas microplásticas en muestras pretratadas con productos químicos inorgánicos o enzimas para eliminar materia orgánica lábil, en comparación con muestras no pretratadas, lo que demuestra que un paso de pretratamiento mejora la extracción de microplásticos. Sin embargo, si solo se consideran partículas > 300 μm, el paso de pretratamiento no fue necesario. Ambas soluciones de separación por densidad, NaCl y ZnCl2, extrajeron con éxito partículas microplásticas más ligeras como PE y PP. Además, la combinación del pretratamiento inorgánico con ZnCl2 extrajo con éxito las partículas de PVC. Desde una perspectiva de monitoreo, nuestros resultados están de acuerdo con el Programa de Evaluación y Monitoreo del Ártico (AMAP)14, que recomienda una densidad de al menos 1,6 g/cm3 para lograr una extracción integral de polímeros que también incluya partículas de PET y PVC.

Los conjuntos de datos utilizados y analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente en solicitudes razonables.

Acrilonitrilo butadieno estireno

Programa de Monitoreo y Evaluación del Ártico

Peso en seco

Espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier

Separador de sedimentos microplásticos Kristineberg

Separador de sedimentos de plástico Munich

poliamidas

Polietileno

Tereftalato de polietileno

Polimetacrilato de metilo)

polipropileno

Poliestireno

Cloruro de polivinilo

Peso mojado

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Queremos agradecer a Kjell Nordberg y a la tripulación del R/V Oscar von Sydow, a Kalle Haikonen por su importante contribución a la construcción de la torre de separación por densidad y a Chiranart Petchpromsorn por el dibujo gráfico de la torre de separación por densidad.

Financiamiento de acceso abierto proporcionado por la Universidad de Gotemburgo. Este estudio fue financiado por el Consejo Nórdico de Ministros, el proyecto Harmic, la EPA sueca, el proyecto JPI Oceans BASEMAN, el proyecto JPI Ocean ANDROMEDA y el proyecto JPI Ocean FACTS.

Departamento de Ciencias Marinas, Estación de Investigación Marina Kristineberg, Universidad de Gotemburgo, Fiskebäckskil, Suecia

Karin Mattsson, Elisabet Ekstrand y Martin Hassellöv

Instituto Sueco de Investigación Ambiental IVL, Estación de Investigación Marina Kristineberg, 451 78, Fiskebäckskil, Suecia

María Granberg y Kerstin Magnusson

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Ka.M., Ke.M., MG y MH desarrollaron la idea de esta investigación, la concepción y diseño del trabajo. Ke.M. y MH diseñaron el separador, KMSS EE y MG realizaron la extracción de las partículas. Ke.M. identificó visualmente las partículas antropogénicas. Ka.M. midió e identificó las partículas con LM, microscopía Raman y FTIR y fue uno de los principales contribuyentes en la redacción del manuscrito. Ka.M., Ke.M. y MH analizó e interpretó los datos. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Karin Mattsson.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Mattsson, K., Ekstrand, E., Granberg, M. et al. Comparación de métodos de pretratamiento y líquidos de alta densidad para optimizar la extracción de microplásticos de sedimentos marinos naturales. Informe científico 12, 15459 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-19623-5

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Recibido: 19 Abril 2022

Aceptado: 31 de agosto de 2022

Publicado: 14 septiembre 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-19623-5

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